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Il parassitismo fungino sulle diatomee altera la formazione e la bio

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Il parassitismo fungino sulle diatomee altera la formazione e la bio

Communications Biology volume

Biologia delle comunicazioni volume 6, numero articolo: 206 (2023) Citare questo articolo

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Il fitoplancton costituisce la base delle reti alimentari acquatiche e del ciclo degli elementi in diversi sistemi acquatici. Il destino della materia organica derivata dal fitoplancton, tuttavia, rimane spesso irrisolto poiché è controllato da processi complessi e interconnessi di remineralizzazione e sedimentazione. Investigheremo qui un meccanismo di controllo raramente considerato sui flussi di materia organica che affondano: i parassiti fungini che infettano il fitoplancton. Abbiamo dimostrato che la colonizzazione batterica è promossa 3,5 volte su cellule di fitoplancton infette da funghi rispetto alle cellule non infette in un modello patogeno in coltura (diatomea Synedra, microparassita fungino Zygophlyctis e batteri in co-crescita), e persino ≥ 17 volte in popolazioni campionate sul campo (Planktothrix, Synedra e Fragilaria). Ulteriori dati ottenuti utilizzando il sistema modello Synedra-Zygophlyctis rivelano che le infezioni fungine riducono la formazione di aggregati. Inoltre, la respirazione del carbonio è 2 volte più alta e le velocità di sedimentazione sono inferiori dell'11-48% per aggregati infetti da funghi di dimensioni simili rispetto a quelli non infetti. I nostri dati implicano che i parassiti possono controllare efficacemente il destino della materia organica derivata dal fitoplancton su scala da singola cellula a singolo aggregato, migliorando potenzialmente la remineralizzazione e riducendo la sedimentazione nei sistemi di acqua dolce e costieri.

Il fitoplancton cresce rapidamente, rinnovando la sua biomassa una volta alla settimana e lasciando dietro di sé diversi gigatonnellate di materia organica in decomposizione nella colonna d'acqua della biosfera acquatica1,2. La maggior parte di questa materia organica in decomposizione viene rimineralizzata all'interno della zona eufotica, ma una frazione critica viene esportata verso strati più profondi come materiale particolato che affonda in diversi sistemi, tra cui acqua dolce3,4 e ambienti costieri5,6. La materia organica particellare viene quindi trasportata attraverso la colonna d'acqua verso i sedimenti, un meccanismo che guida l'accoppiamento bentopelagico, cioè lo scambio di energia, massa e nutrienti tra habitat pelagici e bentonici. L’affondamento della materia organica sostiene quindi la vita al di sotto della zona eufotica7, mentre, d’altro canto, può anche portare all’espansione delle acque carenti di ossigeno in tutto il mondo in aree in cui il consumo di ossigeno attraverso la rimineralizzazione della materia organica supera l’apporto di ossigeno disponibile8,9,10. Il destino della materia organica derivata dal fitoplancton è, quindi, fondamentale per le reti alimentari acquatiche e i cicli biogeochimici.

Dopo la fioritura, le cellule del fitoplancton insieme ai pellet fecali e ad altri detriti possono coagularsi sotto forma di aggregati, denominati neve lacustre o marina, che affondano rapidamente con velocità fino a diverse centinaia di metri al giorno11. A questo proposito, gli aggregati che affondano sono veicoli primari di materia (in)organica in profondità12. La formazione, la remineralizzazione e la sedimentazione degli aggregati sono comunemente spiegati da processi fisici e biologici, questi ultimi essendo intimamente legati al pascolo dello zooplancton, alla degradazione batterica e alla lisi virale12,13,14,15,16. Dati recenti, tuttavia, suggeriscono che mancano ancora alcuni anelli cruciali nella rete di meccanismi di controllo biologico sui flussi verticali di materia organica17. I funghi acquatici, ad esempio, sono difficilmente presi in considerazione in questo contesto, sebbene siano abbondanti e attivi in ​​vari sistemi acquatici18,19, estendendosi dai laghi di alta montagna20 alle aree costiere21 fino alle profondità marine22. Ad esempio, i membri della divisione fungina Chytridiomycota, detti chitridi, possono prosperare come microparassiti sulle cellule del fitoplancton. Questi chitridi sono tradizionalmente ben documentati nei laghi23, soprattutto durante gli eventi di fioritura quando l'abbondanza di ospiti è elevata24,25. Più recentemente, hanno guadagnato crescente attenzione anche nei sistemi costieri dopo essere stati osservati al microscopio, ad esempio, nella regione altamente produttiva della risalita al largo del Cile26, nell'Oceano Artico27,28 e durante la fioritura di alghe dannose nel Mar Mediterraneo29. Utilizzando metodi di sequenziamento ad alto rendimento, i Chytridiomycota sono stati rilevati anche in altre regioni marine30,31,32,33,34 e l'abbondanza di Chytridiomycota basata sul DNA è stata correlata alle fioriture di fitoplancton o alla clorofilla nelle regioni costiere33,35,36,37, 38. I chitridi sono quindi presenti frequentemente nelle regioni di acqua dolce e costiere dove si presume comunemente un forte accoppiamento bentonico-pelagico7,39, mentre nelle regioni oceaniche aperte la loro distribuzione è meno evidente con rare osservazioni finora40.

 0.05, t-test, N = 3 flasks) but significantly lower chlorophyll a contents in the infected vs. non-infected cultures during day 4–9 (e.g., day 9: 9.5 ± 1.2 and 30.1 ± 1.7 ng chl a mL−1, respectively, P < 0.001, t-test, N = 3 flasks, Fig. 2c). Nutrient concentrations (analyzed at the end of the incubations on day 9) were similar in both culture treatments (NO3− + NO2−: 225 ± 2 and 243 ± 9 µmol L−1, P = 0.07; soluble reactive phosphorous: 31 ± 2 and 34 ± 3 µmol L−1, P = 0.32; and dissolved organic carbon: 332 ± 24 and 299 ± 11 µmol L−1 in the non-infected and infected treatment, respectively, P = 0.12, t-test, N = 3 flasks)./p>

 0.22). Similar to TEP concentrations, CSP concentrations increased until day 6 and decreased thereafter (range: 0.07–0.39 µg BSA equ. mL−1, Fig. 2e), but no statistically significant differences were detected between treatments (P = 0.34 for GLMM, F4,16 = 1.2145 and P > 0.09 for pair-wise comparison between single sampling days). Microscopy-derived numbers of TEP and CSP were highly variable, ranging from 119 to 3672 TEP mL−1 (dTEP = 2–4 µm, A = 3–12 µm2) and from 966 to 21,196 CSP mL−1 (dCSP = 3–6 µm, A = 9–32 µm2) in both culture treatments (ranges represent mean values during day 0–9, data are listed in Supplementary Data 6). No statistically significant differences in TEP and CSP sizes and areas between treatments were detected (P > 0.13)./p>1.3–5.6 mm) became abundant, and both size classes (d = 0.4–1.3 mm and >1.3–5.6 mm) were 6 ± 4-times less abundant (range: 2–14-times) and comprised 9 ± 7-times less cumulative aggregate volume (range: 3–25-times, N = 10 time points) during fungal infections. Aggregates within the smallest size bin (d = 0.35–0.46 mm) were most abundant (up to 80 and 26 aggregates L−1 in the non-infected and fungal-infected treatment, respectively, Fig. 4e, f), while large aggregates (d = 2.2–3.8 mm) accounted for most of the cumulative aggregate volume (up to 20 and 2 mm3 L−1 in the non-infected and fungal-infected treatments, respectively, Fig. 4g, h)./p>

 5.6 mm were not present). We counted the number of aggregates per size class, reported as aggregate number concentration N(d) (# L−1). To describe the number concentration as a function of size, the aggregate size spectrum n(d) (# L−1 mm−1) was calculated as/p>